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Chapitre III : MILIEU, MATERIELS ET METHODES

 

I.1.MILIEU

            Notre essai a été réalisé au laboratoire de l’Office Congolais de Contrôle (OCC) situé sur avenue industrielle pour les analyses physico-chimiques et microbiologiques.

I.2.MATERIEL

            L’approvisionnement des goyaves ainsi que celui du vin de banane utilisé comme ferment a été effectué au Beach Muhanzi, celui de la levure de boulangerie à la boulangerie la providence ayant son siège à Muhumba non loin du marché de Nguba et celui du sucre au marché de Nyawera. On a également utilisé une balance de précision, un couteau, une casserole et une toile fine.

I.3.METHODOLOGIE

I.3.1.Echantillonnage

            5 kg de goyaves bien mures ont été utilisées pour l’extraction du jus.

I.3.2.Procédure d’extraction du jus

            Les goyaves ont été nettoyées à l’eau froide. Elles ont été découpées en menus morceaux puis bouillies dans l’eau jusqu’à ramollissement total de la chair.

            On est passé au filtrage à l’aide d’une toile fine pour séparer le jus des déchets de goyave qui ont été jetés. Le jus ainsi obtenu a été chauffé jusqu’à l’ébullition puis refroidi.

I.3.3.Procédure de fermentation du moût

            La fermentation du moût s’est faite selon le protocole traditionnel africain de fabrication des vins.

  • Pour le premier type de vin (vin I)

On a versé dans un bidon de 5l bien stérilisé 3l de jus refroidi dans lequel on a additionné 0,1l de vin de banane par litre de jus et 0,3kg de sucre par litre de jus. Le bidon a été fermé hermétiquement.

  • Pour le deuxième type de vin (vin II)

La même quantité de jus dans lequel on a ajouté la même quantité de sucre a été versée dans un bidon de même volume mais au lieu d’utiliser le vin de banane comme ferment, on a plutôt utilisé 2,5g de levure de boulangerie par litre de jus.

  • Pour le troisième type de vin (vin III)

On a pris la même quantité de jus et de sucre mais sans utiliser de ferment. La fermentation sera spontanée dans ce cas

1.3.4. Analyse physico-chimique

           

Elle a porté sur la détermination de paramètres suivants :

  • Détermination du pH

Il a été obtenu par potentiométrie. Quelques mL de l’échantillon du vin ont été prélevés et placés dans un bécher dans lequel les électrodes du pH-mètre ont été introduites. Après quelques secondes, la lecture a été effectuée.

  • Détermination de l’acidité totale : acide tartrique

On a prélevé un mL de vin à l’aide d’une pipette graduée qui a ensuite été placé dans un bécher de 300 mL  et dilué par après avec 200 mL d’eau distillée tiède ou chaude. Un barreau magnétique y a été introduit et le bécher a été placé sur un agitateur magnétique pour y être bien mélangé. La solution obtenue a été titrée avec une solution de NaOH 0.1 N en présence de la phénolphtaléine jusqu’à la coloration légère rose persistante.

La teneur en acide tartrique, exprimée en gr/L a été calculée à l’aide de la formule suivante :

            Acide tartrique (gr/L) = _(V x N x 0.0075 x 1000)/v

Avec V : volume en mL de NaOH utilisé lors du titrage

            N : la normalité de NaOH (0.1 pour ce cas)

            v : volume de la prise (1 mL pour ce cas)

  • Détermination de l’acidité volatile : acide acétique

On a prélevé 20 mLde vin à l’aide d’une pipette graduée de précision, placés ensuite dans un erlen Meyer de 250 ou 300 mL et dilués par après avec 100 mL d’eau distillée. L’erlen Meyer a été connecté à partir d’un appareil de distillation simple à un erlen Meyer de 50 mL contenant 5 mL d’eau distillée (pour éviter l’évaporation de l’alcool). Dès qu’on a recueilli 50 mL de distillat dans l’elen Meyer, la distillation a été arrêtée. Un barreau magnétique a été introduit dans l’erlen Meyer qui a été déposé sur l’agitateur magnétique.

La solution obtenue a été titrée avec une solution de NaOH 0.1 N en présence de la phénolphtaléine jusqu’à la coloration légère rose persistante.

La teneur en acide acétique a été calculée à l’aide de la formule suivante :

            Acide acétique (gr/L) = (V x N x 0.0060 x 1000)/v

            Avec V, N, v comme pour le point précédent mais v = 20 mL pour ce cas.

  • Détermination du poids spécifique

Il a été déterminé à l’aide d’un densimètre digital DMA 4500M.

  • Détermination de l’indice de réfraction

L’indice de réfraction, c’est lorsque un rayon lumineux passe obliquement d’un milieu à un autre qui a une densité optique différente, il est dévié de sa course ou réfracté. L’indice de réfraction, rapport entre les sinus de l’angle d’incidence et l’angle de réfraction du rayon lumineux a été déterminé au moyen d’un réfractomètre RFM 340+.

  • Détermination des autres paramètres

Les valeurs de l’indice de réfraction et du poids spécifique insérées dans fichier de calcul pour vin ont permis de pouvoir déterminer le reste des paramètres qui sont les suivants :

- L’extrait apparent : pourcentage de sucre restant dans la bière ou le vin après fermentation (sucre non fermentescible)

- l’extrait réel : pourcentage de sucre ou extrait restant dans la bière ou le vin après distillation de l’alcool

- l’extrait primitif ou densité primitive : densité ou extrait de départ exprimé en degré Platon.

- l’alcool en volume ou degré alcoolique : taux d’alcool contenu dans un volume donné de vin exprimé en % v/v.

I.3.5.Analyse microbiologique

            Elle a été effectuée en vue d’identifier les germes potentiels présents dans le vin.

I.3.5.1.Milieux de culture

- PCA : Plant Count Agar utilisé pour la recherche (dénombrement) de germes de la flore aérobie mésophile totale à 37°c d’incubation.

- VRB : Violet RedBil Agar : utilisé pour le dénombrement des coliformes totaux pendant 18-24 heures à 37°c et les coliformes fécaux pendant 48-72heures à 44°c d’incubation

- EMB : Eosine Bleu de Méthylène Agar : utilisé pour le dénombrement d’Escherichia coli à 37°c d’incubation pendant 18-24h

- MSA : Mannitol Salt Agar : utilisé pour le dénombrement de staphylococus aureus à 37°c d’incubation pendant 18-24h

- YGC : Yeast Glucose Chloramphénicol Agar : utilisé pour le dénombrement de levures et moisissures à 22°c d’incubation pendant 48-72h

- XLD : Xylose Lysine Désoxycholate Agar : utilisé pour la recherche de salmonella  à 37°c d’incubation pendant 18-24h

I.3.5.2.Matériels

- Bain Marie : pour garder les milieux de culture stériles à l’état liquide à 45°c avant l’utilisation.

- Autoclave : (Marmite à pression) : pour la stérilisation de milieux de culture à 121°c pendant 15 minutes

- Four pasteur : pour la stérilisation des boîtes de pétris, des pipettes graduées à 180°c pendant une heure

- Balance de précision : pour la pesée de milieux de culture à utiliser

- Agitateur magnétiques : pour la pesée de milieux de culture  solutionnés à l’eau distillée (E.D)

- Cylindre gradué : pour la mesure de volume d’E.D

- Bec Bunsen : une fois allumé, pour limiter le champ stérile de travail

- Erlen Meyer : matériel dans lequel on prépare les milieux de culture

- Plaque chauffante (réchaud) : pour chauffer les milieux de culture solutionnés et mélangés jusqu’à la dissolution complète.

- Pipette graduée : pour pipeter  l’échantillon liquide pour différentes dilutions

- Incubateurs : permettent l’incubation de boîtes de pétri contenant le mélange échantillon- milieu de culture à une température donnée.

- Boîtes de pétri : dans lesquelles se fait le mélange échantillon-milieu de culture comme dit précédemment.

I.3.5.3.Méthodologie d’analyse

- stériliser les boîtes de pétri et les pipettes graduées dans le four pasteur à 180°c pendant 1 heure

- Préparer les milieux de culture selon le fabricant

* peser différemment les milieux contenus dans l’Erlen Meyer sur une balance de précision. Identifier le milieu sur l’Erlen-Meyer

* y ajouter de l’eau distillée (volume pris selon la quantité du milieu)

* Mélanger sur l’agitateur magnétique jusqu’à la solution complète

* chauffer jusqu’à la dissolution complète à la plaque chauffante

* Couvrir avec le papier aluminium

* Stériliser à l’autoclave (marmite à pression) à 121°c pendant 15min

* Placer ces milieux stérilisés dans le bain marie à 45°c avant l’utilisation

- Préparer l’échantillon

* Pipeter le liquide à distribuer dans le premier tube contenant 9ml d’eau peptonnée tamponnée (EPT) 8,5gr de NaCl + 1gr de peptone universel + 1000ml d’ED

* Mélanger le premier tube par retournement puis pipeter 1ml de ce mélange et verser (laisser couler) dans le 2ème tube (contenant 9ml EPT)

* Mélanger le 2ème tube puis pipeter 1ml qu’on ava ensuite jeter.

- Préparer les boîtes de pétri stérilisées

* Identifier les boîtes de pétri selon les numéros de l’échantillon, les milieux utilisées, la température à utiliser et la dilution (1/10, 1/100,…) faite.

- Couler l’échantillon dilué selon l’identification de la boîte de pétri.

- Couler les milieux de culture selon que la boîte de pétri a été identifiée c’est l’ENSEMENCEMENT EN PROFONDEUR

- Laisser pendant quelques minutes sur la paillasse autour du bec bunsen dans un champ stérile, pour solidification de milieux de culture.

- Mettre dans l’incubateur selon les températures indiquées sur les boîtes (à 37°c, à 22°c, à 44°c)

- Faire la lecture après 18h-24h (de 37°c) et 48-72h (de 22° et 44°c)

- Noter les résultats obtenus (les nombres de colonies sont comptés au moyen d’un compteur de colonies ou à l’œil nu)          

I.3.6.Evaluation sensorielle : test de dégustation

            Les paramètres suivants ont été pris en compte pour une analyse organoleptique : le goût, l’arôme et la couleur.

            Dix dégustateurs ont donné leur appréciation en fonction de l’échelle de cotation ci-après :

  1. Très bon 2. Bon 3. Assez bon                4. Mauvais       5. Médiocre

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