CHAP III : PRESENTATION DES RESULTATS ET LEUR DISCUSSION

III.1. CARACTERISATION DES SOUCHES DE RHIZOBIUM SUR LES MILIEUX DE CULTURE
Les résultats obtenus de la caractérisation de l’ensemble de 30 souches locales sous étude sont présentées en annexe 3, mais le tableau 3 en présente le résumé.
Tableau 1 : Caractérisation des souches
Test
Paramètre
Nombre
Pourcentage
BTB
Coloration bleu
4
13,33%
Coloration jaune
25
83,33%
Coloration verte
1
3,33%
CR
Non absorption
9
30%
Faible absorption
7
23,33%
Absorption
14
46,66%
Croissance
en culture
Rapide
12
40%
Lente
17
56,66%
Des résultats du tableau 3, on trouve qu’en présence du BTB ; 25 souches sur 30, soit 83,33%, ont produit une coloration jaune du milieu de culture (milieu acide) ; 4 souches sur 30, soit 13,33%, ayant produit une coloration bleue (milieu basique) et une seule, soit 3,33%, n’a pas produit de changement de coloration du milieu de culture (milieu vert).
De ces résultats, on a pu penser que la plupart des souches appartiennent au genre Bradyrhizobium (83,33%) et au genre Rhizobium (13,33%) car selon Woomer et al, (2011) et Burton (1984), généralement les bactéries du genre Bradyrhizobium produisent une coloration jaune et celles du genre Rhizobium produisent une coloration bleue du milieu de culture. Ceci se présage que la plupart de souches ne seront pas compatibles avec le haricot.
Pour la réaction en présence du Congo Rouge, 9 souches, soit 30%, ne l’ont pas absorbée ; 7 souches, soit 23,33%, l’ont faiblement absorbée et 14 souches, soit 46,66% l’ont absorbée.
25
L’indicateur CR a permis de détecter les infections dans le milieu de culture par d’autres souches n’étant pas des souches de Rhizobium. Au total 30 souches locales étaient soumises au test (Woomer et al, 2011). Les souches n’ayant pas absorbé le CR ou l’ayant faiblement absorbé (53,33%) seraient des souches typiques de rhizobium non compatibles à la nodulation du haricot (Woomer et al, 2011). Le pourcentage élevé des souches ayant absorbés le CR (46,66%) s’expliquerait par une possible cohabitation dans le même nodule par des bactéries Rhizobium pouvant l’absorber comme le Sinorhizobium et/ou par une longue exposition à la lumière des boites de pétri contenant les colonies lors de l’observation de leur évolution vu qu’un suivi journalier devrait être réalisé (Howieson et al, 2016).
Pour la croissance sur le milieu de culture, la plupart des souches ont une croissance lente (56,66%) suivies des souches à croissance rapide (40%). Une seule souche a manifesté une croissance très lente (3,33%).
Les souches à croissance rapide appartiendraient aux genres soit Rhizobium, soit Burkholderia, soit, Mesorhizobium, soit Sinorhizobium qui forme en 3 jours une colonie visible et les souches à croissance lente appartiendraient soit au genre Bradyrhizobium, soit Methylobacterium dont les colonies formées sont bien visibles entre 5 et 14 jours (Hungria et al, 2016). Tous ces genres renferment des souches de Rhizobium forment des associations symbiotiques avec les légumineuses (Hungria et al, 2016)
III.2. EFFET DES SOUCHES SUR LES PARAMETRES VEGETETIFS DE LA PLANTE
1. Diamètre au collet
La présentation de diamètre au collet des plants par souche est illustrée dans le tableau 4.
26
Tableau 4 : Diamètre au collet des plants 6 semaines après semis suivant les souches. Traitement Répétition Moyennes R1 R2 R3 R4
12
0,40
0,30
0,35
0,30 0,34
30S
0,40
0,25
0,40
0,30 0,34
Biofix
0,55
0,35
0,55
0,40 0,46
Bul4
0,25
0,35
0,20
0,45 0,31
4L
0,55
0,30
0,40
0,35 0,40
N-
0,40
0,40
0,25
0,40 0,36
N+
0,35
0,40
0,35
0,30 0,35
NAC37
0,45
0,25
0,45
0,40 0,39
NAC46
0,30
0,35
0,25
0,35 0,31
NAC49
0,30
0,50
0,50
0,80 0,53
NAC52
0,40
0,35
0,50
0,30 0,39
NAC58
0,35
0,40
0,40
0,40 0,39
NAC85
0,30
0,40
0,45
0,35 0,38
Sr1
0,40
0,30
0,20
0,35 0,31
Sr2
0,50
0,40
0,35
0,30 0,39
Sr3
0,35
0,35
0,50
0,25 0,36
Sr4
0,40
0,50
0,35
0,35 0,40
Sr5
0,45
0,40
0,25
0,50 0,40
Sr6
0,40
0,30
0,40
0,25 0,34
Sr7
0,35
0,40
0,45
0,40 0,40
Sr8
0,50
0,30
0,40
0,30 0,38
Sr9
0,35
0,25
0,4
0,4 0,35
Sr10
0,30
0,40
0,50
0,35 0,39
Sr11
0,50
0,30
0,45
0,35 0,40
Sr12
0,35
0,35
0,30
0,40 0,35
Sr13
0,35
0,25
0,25
0,30 0,29
Sr14
0,40
0,20
0,45
0,30 0,34
Sr15
0,50
0,50
0,30
0,35 0,41
Sr16
0,60
0,40
0,15
0,35 0,38
Sr17
0,50
0,40
0,45
0,25 0,40
Sr18
0,35
0,30
0,25
0,35 0,31
Sr19
0,35
0,45
0,30
0,35 0,36
Sr20
0,45
0,40
0,35
0,50 0,43 Moyennes 0,40 0,36 0,37 0,37 0,38
27
L’analyse de la variance du diamètre au collet est présentée dans le tableau 5.
Tableau 5 : Analyse de la variance du diamètre au collet 6 semaines après semis Source of variation d.f. s.s. m.s. v.r. F pr. Signification
Répétitions
3
0,045663
0,015221
1,86
Souches
32
0,278902
0,008716
1,06
0,398
Ns
Residual
96
0,787462
0,008203
Total
131
1,112027
CV : 5,8% ; ns : différences non significatives
Les résultats de l’analyse de la variance ont montré qu’il n’y a pas eu de différence significative au niveau des souches utilisés vis-à-vis du diamètre au collet. Ceci prouve que l’application des souches de rhizobiums au niveau du collet racinaire n’a pas influencé le diamètre de celui-ci. Ces résultats pourraient se justifier par le fait que le diamètre au collet est un paramètre qui a été mesuré à 6 semaines après semis or la FBA est maximale à 50% de remplissage des gousses et que ces paramètre a été mesuré avant ce stade.
2. La hauteur des plants
La présentation de la hauteur des plants en centimètre à 8 semaines après semis est illustrée dans le tableau 6
28
Tableau 6 : Hauteur des plants 8 semaines après semis (en centimètre) Traitement Répétition Moyenne R1 R2 R3 R4
12
19,50
21,50
18,50
22,50 20,50
30S
16
16
16
21 17,25
Biofix
18,50
19
23
27 21,88
Bul4
18
14,50
16
30 19,63
4L
18,50
15
49
26,50 27,25
N-
23
14,50
23
20 20,13
N+
12,50
11
12
26,50 15,50
NAC37
16,50
17
13,50
22 17,25
NAC46
30
13,50
14,50
25 20,75
NAC49
15,5
25
21
23 21,13
NAC52
12
20
17
24,50 18,38
NAC58
18
15,50
15,50
19,50 17,13
NAC85
15,50
16
27
19,50 19,50
Sr1
23
19
16
26,50 21,13
Sr2
17,50
14,50
15,50
22,50 17,50
Sr3
16,50
12
17
31,50 19,25
Sr4
21,50
13
15
21 17,63
Sr5
21,50
17
17,50
23 19,75
Sr6
21
17
21
24,50 20,88
Sr7
18,50
13
15
21 16,88
Sr8
14,50
23
19,50
26,50 20,88
Sr9
18,50
9,50
18,50
23 17,38
Sr10
15,50
19,50
25,50
24 21,13
Sr11
15,50
19
23
23 20,13
Sr12
17
22
18
24,50 20,38
Sr13
22
16,50
22,50
22 20,75
Sr14
18,50
13
22,50
18 18,00
Sr15
17,50
13
17
20 16,88
Sr16
15,50
14
17
23,50 17,50
Sr17
18,50
17,50
17
23,50 19,13
Sr18
21
15
19,50
20,75 19,06
Sr19
17
18
18
18 17,75
Sr20
18,50
15
23,50
26 20,75 Moyenne 18,26 16,33 19,53 23,33 19,36
29
Le résumé de l’analyse de la variance de la hauteur des plantes 8 semaines après semis est présenté dans le tableau 7.
Tableau 7 : Analyse de la variance de la hauteur des plants à 8 semaines après semis Source of variation d.f. s.s. m.s. v.r. F pr. Signification
Répétitions
3
862,37
287,46
15,47
Souches
32
610,55
19,08
1,03
0,444
Ns
Residual
96
1783,37
18,58
Total
131
3256,29
CV : 15,2% ; ns : différence non significative
Les résultats de l’analyse de la variance ont montré qu’il n’y a pas de différence significative au niveau des souches appliquées. Ceci prouve que l’application des différentes souches de rhizobium utilisé n’a pas eu d’effet sur la hauteur des plants. Le manque de différence entre les souches au niveau de la hauteur des plants pourrait s’expliquer par le fait que le Rhizobium n’a pas été utilisé par la plante du fait que les souches ne sont pas spécifiques au haricot. Cependant, l’effet de l’établissement des symbioses effectives fixatrices d’azote entre les légumineuses et les bactéries fixatrices d’azote est dépendante de plusieurs facteurs et peux être considérablement influencé par la présence d’azote (Woomer, 2010). L’azote étant l’un des principaux éléments qui intervient dans la croissance de la plante, lorsqu’il est absorbé suffisamment, la croissance végétative est aussi importante.
30
3. Nombre de feuilles
La présentation du nombre de feuilles est illustrée dans le tableau 8.
Tableau 8 : Nombre de feuilles par plant 8 semaines après semis Souches Répétitions Moyennes R1 R2 R3 R4
12
8
8
8
11 8,8
30S
5
8
10
10 8,3
Bio
5
8
8
10 7,8
Bul
11
7
7
11 9,0
L4
10
8
15
8 10,3
N-
8
7
8
8 7,8
N+
7
7
5
5 6,0
NAC37
8
5
5
8 6,5
NAC46
11
11
5
8 8,8
NAC49
8
8
8
8 8,0
NAC52
8
4
10
8 7,5
NAC58
10
8
8
10 9,0
NAC85
7
8
8
11 8,5
Sr1
10
7
8
8 8,3
Sr2
8
8
7
9 8,0
Sr3
9
7
8
8 8,0
Sr4
8
5
8
7 7,0
Sr5
8
7
5
8 7,0
Sr6
8
9
8
8 8,3
Sr7
8
8
8
9 8,3
Sr8
8
8
8
8 8,0
31
Sr9
9
7
9
8 8,3
Sr10
7
7
8
9 7,8
Sr11
8
8
8
9 8,3
Sr12
8
8
8
8 8,0
Sr13
8
8
8
8 8,0
Sr14
8
8
7
8 7,8
Sr15
7
10
8
9 8,5
Sr16
9
8
5
7 7,3
Sr17
8
7
8
7 7,5
Sr18
8
7
8
8 7,8
Sr19
7
8
9
8 8,0
Sr20
8
7
8
9 8,0 Moyennes 8,1 7,5 7,8 8,5 8,0
Le résume de l’analyse de la variance du nombre de feuilles est illustré dans le tableau 9.
Tableau 9 : Analyse de variance du nombre des feuilles Source of variation d.f. s.s. m.s. v.r. F pr. Signification
Répétitions
3
14,871
4,957
2,51
Souches
32
74,742
2,336
1,18
0.261
Ns
Residual
96
189,379
1,973
Total
131
278,992
CV : 4,8% ; ns : différences non significatives
Le résumé de l’analyse de la variation a montré qu’il n’y a pas eu des différences significatives au niveau des souches. En d’autres termes les souches de Rhizobium n’ont pas influencées le nombre des feuilles de la
32
plante. Cette faible réponse des souches locales vis-à-vis du nombre de feuilles s’expliquerait par le fait que la variété expérimentale et les souches de Rhizobium n’étaient pas compatibles. En effet, dans des conditions favorables et selon l’adaptation de la variété à un milieu donné et sa compatibilité avec une souche de Rhizobium donnée, la souche de Rhizobium possède un haut pouvoir fixateur et une très grande capacité compétitive vis-à-vis de souches locales moins efficientes et le développement de cultivars montrant de besoins peu spécifiques quant aux souches efficientes de Rhizobium (Bouidoin, 1991).
4. Biomasses aériennes
La présentation de la biomasse aérienne fraiche et sèche est illustrée dans le graphique 1.
Graphique 1 : Biomasse aérienne fraiche et sèche
Le résumé de l’analyse de la variance de la biomasse aérienne sèche est présenté dans les tableaux 10.
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
12
S30
Biofix
Bul4
4L
N-
N+
NAC37
NAC46
NAC49
NAC52
NAC58
NAC85
Sr1
Sr2
Sr3
Sr4
Sr5
Sr6
Sr7
Sr8
Sr9
Sr10
Sr11
Sr12
Sr13
Sr14
Sr15
Sr16
Sr17
Sr18
Sr19
Sr20
Moyenne
Frais
Secs
33
Tableau 10: Analyse de la variance de la biomasse sèche Source of variation d.f. s.s. m.s. v.r. F pr. Signification
Répétitions
3 5,3132
1,7711
2,39
Souches
32 21,4742
0,6711
0,91
0.614
Ns
Souches
96 71,0976
0,7406
Total
131 97,8849
CV : 6,6% ; ns : différence non significative
De par les résultats présentés par le tableau 10, l’analyse de la variance a montré qu’il n’y a pas eu des différences significatives au niveau des souches. Ceci montre que l’application des différentes souches de rhizobium au niveau du collet racinaire de la plante n’a pas eu d’effet sur la biomasse aérienne sèche. Ces résultats pourraient se justifier par la nature génétique des souches du fait qu’elles ne sont pas spécifiques au haricot. En effet, les relations symbiotiques de la plante hôte vis-à-vis de son partenaire microbien que ce soit en terme de nodulation ou de la d’activité fixatrice d’azote, sont des informations indispensable pour pouvoir sélectionner les souches de Rhizobium très effectives qui, une fois inoculé aux champs amélioreront significativement le rendement.
5. Score coloration des feuilles.
La présentation du score de la coloration des feuilles 8 semaines après le semis est illustrée dans le tableau 11.
34
Tableau 11: Score coloration des feuilles à 8 semaines après le semis Traitement Moyennes
12 2,5
30S 2,5
Bio 2,3
Bul 2,5
L4 2,8
N- 2,5
N+ 1,0
NAC37 1,5
NAC46 2,5
NAC49 2,0
NAC52 1,8
NAC58 2,0
NAC85 2,3
Sr1 2,5
Sr2 2,3
Sr3 2,5
Sr4 2,5
Sr5 2,5
Sr6 2,3
Sr7 2,0
Sr8 2,8
Sr9 2,5
Sr10 2,0
Sr11 2,5
Sr12 2,8
Sr13 2,3
Sr14 2,3
Sr15 3,0
Sr16 2,3
Sr17 2,5
Sr18 2,5
Sr19 2,8
Sr20 2,3 Moyennes 2,3
De par les résultats présentés par le tableau 11, les souches 4l, Sr8, Sr12 et Sr19 ont manifesté une coloration verte intense, ce qui justifie la présence de la chlorophylle, pigment qui colore en vert la plupart des feuilles des végétaux et capte la lumière pour transformer l’énergie lumineuse en
35
énergie chimique avec dégagement d’oxygène. Ces résultats pourraient se justifier par le potentiel génétique des souches. En effet, les nodules sont le siège d’une activité symbiotique dans laquelle la plante fournit les sucres et l’énergie issus de la photosynthèse et bénéficie en retour des acides aminés qui y sont produits (Figueired et al, 2008
III.2. EFFET DES SOUCHES SUR LES PARAMERTES DE NODULATION DE LA PLANTE.
1. Nombre de nodules
La présentation du nombre de nodules est illustrée dans le tableau 13.
Tableau 13 : Nombre de nodules 8 semaines après semis : Traitement Répétition Moyenne R1 R2 R3 R4
12
240
490
540
365 408,75
30S
310
350
430
370 365,00
Biofix
470
220
274
132 274,00
Bul4
449
381
446
520 449,00
4L
205
215
381
547 337,00
N-
326
368
235
607 384,00
N+
265
226
220
406 279,25
NAC37
210
376
482
436 376,00
NAC46
406
451
416
428 425,25
NAC49
415
412
399
413 409,75
NAC52
420
404
380
412 404,00
NAC58
323
518
453
300 398,50
NAC85
484
870
430
300 521,00
Sr1
585
750
585
420 585,00
Sr2
332
338
380
302 338,00
Sr3
511
510
412
612 511,25
Sr4
239
223
325
282 267,25
Sr5
388
438
342
339 376,75
Sr6
403
385
409
415 403,00
Sr7
750
296
437
321 451,00
Sr8
398
158
218
258 258,00
Sr9
338
116
295
560 327,25
Sr10
692
282
369
487 457,50
Sr11
692
330
409
511 485,50
Sr12
532
452
413
612 502,25
36
Sr13
850
414
416
850 632,50
Sr14
580
332
380
480 443,00
Sr15
740
322
422
204 422,00
Sr16
0
596
473
0 267,25
Sr17
654
942
415
670 670,25
Sr18
483
391
370
426 417,50
Sr19
401
320
311
344 344,00
Sr20
198
318
232
258 251,50 Moyenne 433,00 399,82 384,82 411,73 407,34
L’analyse de la variance du nombre de nodules est présentée dans le tableau 14.
Tableau 14 : Analyse de la variance du nombre de nodules Source of variation d.f s.s m.s. v.r. F pr. Signification
Répétitions
3
40969.
13656.
0.69
Souches
32
1371447.
42858.
2 ,16
0.002
**
Residual
96
1906499.
19859.
Total
131
3318916.
CV% : 5 ; ** : différences hautement significatives
Les résultats de l’analyse de la variance montrent qu’il y a une différence hautement significative. En d’autres termes, les souches de Rhizobium utilisées ont influencé très significativement le nombre de nodules.
Le tableau 15 ; montre la comparaison des moyennes du nombre des nodules 8 semaines après semis.
37
Tableau 1 : Comparaison des moyennes du nombre des nodules Traitement Moyenne Groupes homogènes
Sr13 741,25
A
Sr17 670,13
A
Sr3 561,63
A
Sr12 557,13
A
Sr1 502,50
B
Sr11 498,25
B
N- 495,50
B
Bul4 484,50
B
Sr10 472,25
B
Sr14 461,50
B
Sr9 443,63
B
4L 442,00
B
NAC46 426,63
B
Sr18 421,75
B
NAC49 411,38
B
NAC85 410,50
B
Sr6 409,00
B
NAC52 408,00
B
NAC37 406,00
B
Sr7 386,00
B
30S 367,50
B
Sr5 357,88
B
NAC58 349,25
B
Sr19 344,00
B
N+ 342,63
B
Sr2 320,00
B
Sr15 313,00
B
Sr4 274,63
C
12 261,92
C
Sr8 258,00
C
Sr20 254,75
C
Biofix 203,00
C
Sr16 133,63
C
Ppds : 197.8
De par le tableau 15, il ressort 3 groupes homogènes : groupe A, groupe B et groupe C. le traitement où les souches Sr13, Sr17, Sr3 et Sr12 ont été appliqués ont présenté un nombre élevé de nodules par rapport au traitement ou les autre souches ont été appliqués.
38
La réponse à l’inoculation de toutes les souches pourrait être due à leur bagage génétique puisque le substrat était le même, la variété était la même ainsi que les conditions de la serre qui étaient homogènes. En effet, trois types des gènes interviennent dans le processus de nodulation et de fixation azotée. Il s’agit des gènes Nod nécessaire à la nodulation, des gènes Nif codant pour la nitrogénase et des gènes Fix indispensable pour la fixation de l’azote. Cependant, le nombre de nodules en soi n’indique pas grand chose si on ne lui associe pas d’autres paramètres tels que la biomasse nodulaire et le nombre de nodules efficients.
Biomasses nodulaires
La présentation de la biomasse nodulaire fraiche et biomasse nodulaire sèche est illustrée dans le graphique 3
Graphique 2 : Biomasse nodulaire fraiche et séché.
Le résumé de l’analyse de la variance de la biomasse sèche des nodules est présenté dans le tableau 16.
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
12
30S
Biofix
Bul4
4L
N-
N+
NAC37
NAC46
NAC49
NAC52
NAC58
NAC85
Sr1
Sr2
Sr3
Sr4
Sr5
Sr6
Sr7
Sr8
Sr9
Sr10
Sr11
Sr12
Sr13
Sr14
Sr15
Sr16
Sr17
Sr18
Sr19
Sr20
Moyenne
Frais
Secs
39
Tableau 16: Analyse de la variance des poids secs des nodules : Source of variation d.f. s.s. m.s. v.r. F pr. Signification
Répétitions
3
0,18432
0,06144
2,10
Souches
32
1,47677
0,04615
1,58
0,047
*
Residual
96
2,80763
0,02925
Total
131
4.46872
CV : 10.2%, * : différence significative
De par le tableau 16, les résultats de l’analyse de la variance ont montré qu’il y a une différence significative entre les souches. En d’autres termes, les souches ont influencé significativement les poids secs des nodules.
La comparaison des moyennes de la biomasse sèche des nodules ainsi que leurs groupes homogènes sont présenté dans le tableau 17.
Tableau 17 : Comparaison des moyennes de la biomasse sèche des nodules ainsi que leurs groupes homogènes. Traitement Moyenne Groupes homogènes
NAC49 0,73
A
NAC85 0,57
AB
Sr17 0,56
AB
Sr11 0,56
AB
NAC52 0,56
AB
Sr10 0,53
AB
4L 0,53
AB
Sr13 0,52
AB
Sr14 0,51
AB
Sr2 0,50
AB
N- 0,45
B
Sr5 0,44
B
Sr1 0,44
B
Sr15 0,43
B
Sr20 0,43
B
30S 0,41
B
Sr12 0,41
B
12 0,41
B
NAC58 0,38
B
40
Sr4 0,37
B
Sr6 0,37
B
Sr3 0,37
B
NAC46 0,36
B
Biofix 0,35
B
Sr7 0,35
B
Sr18 0,35
B
Sr8 0,33
B
N+ 0,33
B
Bul4 0,32
B
Sr9 0,31
B
Sr16 0,27
B
Sr19 0,27
B
NAC37 0,24
B
Ppds : 0,24
De par le tableau 17, il ressort deux groupes homogènes : groupe A et groupe B et un groupe intermédiaire entre le groupe A et le groupe B. Le traitement où la souche NAC49 a été appliquée a présenté un poids sec élevé des nodules contrairement au traitement où les autres souches ont été appliquées. Le poids sec le plus faible des nodules a été remarqué sur le traitement où la souche NAC37 a été appliquée.
Ces résultats pourraient se justifier par la nature génétique de souches.
En comparant ces résultats avec les résultats pour le poids de la biomasse aérienne sèche, on trouve qu’il n’y a pas eu des réponses à l’inoculation pour la biomasse aérienne sèche et pourtant comme nous l’avons signalé précédemment, le poids de la biomasse sèche est en partie expliqué par le poids de la biomasse nodulaire. Ceci revient à dire que la quantité d’azote produite par la symbiose n’était pas suffisante pour assurer une bonne fixation d’azote afin qu’on puisse trouver une quantité importante d’azote dans la biomasse aérienne. L’absence de réponse à l’inoculation au niveau du poids de la biomasse aérienne sèche pourrait être expliquée par des souches non compatibles avec le haricot.
41
2. Disposition des nodules
La disposition des nodules est présentée dans le graphique 4.
Graphique 3 : disposition des nodules autour des racines
De par ce graphique 4, on trouve que pour le traitement où la souche NAC46 a été appliquée, 100% des nodules ont présenté une disposition en couronne alors que sur le traitement où les souches Biofix, NAC58, Sr6 et Sr20 ont été appliquées, 100% des nodules ont manifesté une disposition éparpillée Par ailleurs pour le traitement où les souches Biofix, NAC 58, Sr6 et Sr20 ont été appliquées; 100% des nodules ont manifesté une distribution éparpillée sur des racines secondaires de la plante.
Le traitement où les souches 4L, Sr3, Sr9, Sr10, Sr12, Sr14, Sr15, Sr17, Sr19 ont été appliquées, 75% des nodules ont présenté une distribution en couronne et 25% des nodules ont présenté une distribution éparpillée. Le traitement où les souches 12, 30S, traitement sans KNO3, NAC 37, NAC49, NAC8, Sr1, Sr2, Sr4, Sr7 ? Sr8, Sr11, Sr18 ont été appliqués; 75% des nodules ont présentés une distribution éparpillée et 25% des nodules ont présenté une distribution en couronne. En outre, le traitement où les souches Bul4, traitement avec le nitrate, NAC52, Sr5, Sr13, Sr16 ont
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
12
30s
4L
Biofix
Bul4
N-
N+
NAC37
NAC46
NAC49
NAC52
NAC58
NAC85
Sr1
Sr2
Sr3
Sr4
Sr5
Sr6
Sr7
Sr8
Sr9
Sr10
Sr11
Sr12
Sr13
Sr14
Sr15
Sr16
Sr17
Sr18
Sr19
Sr20
Couronne
Eparpillées
42
été appliquées, 50% des nodules ont présentés une distribution en couronne et 50% des nodules ont présentés une distribution éparpillée.
De par les résultats trouvés, on constate que la souche NAC46 est prometteuse du point de vue distribution des nodules, elle est suivie des souches Sr17, 4L, Sr3, Sr9, Sr10, Sr12, Sr14, Sr15 et Sr19. En effet, la distribution des nodules est un paramètre très important dans la fixation biologique de l’azote. Cependant une nodulation à la base (en couronne) avec des nodules abondants sur la racine principale est considérée comme optimale pour beaucoup de cultures (Woomer, 2010).
3. La couleur des nodules
La présentation de la couleur des nodules sur nos différentes souches est illustrée dans le graphique 4.
Graphique 4: couleur des nodules
De par le graphique 5, on trouve que pour le traitement où les souches NAC17, et Sr85 ont été appliquées, 100% des nodules ont présenté une coloration rougeâtre alors que sur le traitement où les souches Sr5 et Sr8 ont été appliquées, 100% des nodules ont été retrouvés avec une couleur blanche.
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
12
30s
4L
Biofix
Bul4
N-
N+
NAC37
NAC46
NAC49
NAC52
NAC58
NAC85
Sr1
Sr2
Sr3
Sr4
Sr5
Sr6
Sr7
Sr8
Sr9
Sr10
Sr11
Sr12
Sr13
Sr14
Sr15
Sr16
Sr17
Sr18
Sr19
Sr20
Rouges
Blanches
Vertes
43
De par ces résultats, on trouve que le traitement où les souches Sr17 et NAC85 ont été appliquées, ont fixé plus d’azote car les plus grands nodules avec une coloration interne rouge fixent habituellement plus d’azote (Woomer, 2010). Par contre le traitement où les souches Sr5 et Sr8 ont été appliquées, ont présenté des nodules inefficaces, ce sont donc des nodules qui fixent peu d’azote. Les nodules inefficaces sont souvent petits et généralement ont l’intérieur vert ou blanc (Woomer, 2010).
Le traitement où les souches Biofix, traitement sans KNO3, NAC52, Sr1, Sr2, Sr3, Sr7 ont été appliquées, 75% des nodules ont été rouges et 25% des nodules ont été blancs. Le traitement où les souches Bul4, NAC49, NAC58, Sr7, Sr11, Sr15, Sr16 ont été appliquées; 75% des nodules ont été blanc et 25% des nodules ont été rouges. En outre, le traitement où es souches 12, 30S, 4L, NAC37, traitement avec le KNO3, NAC46, Sr4, Sr5, Sr10, Sr12, Sr 14, Sr 18, Sr19 et Sr20 ont été appliquées, 50% des nodules ont été rouges, 25% des nodules ont été blancs et 25% des nodules ont été verts.
En comparant ces résultats avec ceux trouvés pour la distribution de nodules et ceux trouvés pour la biomasse aérienne sèche, on constate que la souche Sr17 devrait être la souche la plus intéressante pour la culture du haricot.